3.1.1试验仪器
试管、混匀器、移液器、分光光度计、平皿、恒温水浴锅、高压灭菌锅、恒温蜡箱、L棒、石蜡切片机、盖玻片、载玻片。
3.1.2 试剂
乙醚、甲醛、无水乙醇、冰醋酸、甘油、二甲苯、石蜡、加拿大树胶、纱布、麝香草酚。
3.1.3 试验动物及设计
同试验一
3.1.4 试验基础日粮组成
同试验一
3.1.5 样品采集与处理
（1）肠道微生物样品采集
于试验结束时，每个重复随机选取两只鸡，处死后剖开腹腔，无菌操作结扎每只鸡的盲肠两端，取下肠管，-4℃冰盒中存放，迅速送实验室，在无菌操作台中进行肠道细菌培养，测定盲肠中乳酸杆菌、双歧杆菌、大肠杆菌、沙门氏菌的数量，采用平板稀释菌落计数法。
（2）肠道酶活性样品采集
试验结束时，每重复杀两只鸡，称活重，放血处死，解剖，取新鲜的小肠壁肠沿纵向剪开，用小刀片刮取食糜。将准备放置食糜的空管称重（W1），然后装上食糜再称重（W2），然后计算两次的重量差，即食糜的重量。将其置于液氮罐中过夜，之后放于-80℃冰箱中。
（3）肠道形态结构样品采集
于饲养试验结束时，每个重复随机抽取两只鸡屠宰，迅速截取二段十二指肠（取距肌胃5cm处）和空肠、回肠（取自回-盲-结连接处5cm）各1cm左右的肠段，用0.9%冰冷生理盐水小心冲洗除去肠段内容物后，用滤纸吸干消化器官残余水分。（此步骤需快速完成）
3.2 试验方法
3.2.1 肠道微生物的测定与方法
（1）培养基的配制
①麦康凯琼脂培养基（大肠杆菌）：蛋白胨20.0g、乳糖10.0g、牛胆盐5.0g、氯化钠5.0g、中性红 0.03g、琼脂14.0g、蒸馏水1000 mL。配好后加热融化，调pH值至6.9-7.3，121℃灭菌30min，在无菌操作台中将配置好的麦康凯琼脂培养基平均倾注于无菌平皿中。
②SS琼脂（沙门氏菌）：牛肉粉5.0g、月示胨5.0g、乳糖10.0g、三号胆盐8.5g、枸橼酸钠8.5g、硫代硫酸钠8.5g、枸橼酸铁 1.0g、中性红0.025g、煌绿0.00033g、琼脂17.0g，调pH值至7.0±0.1,配制好溶于1000 mL蒸馏水中，直至加热煮沸，不需要高压蒸汽灭菌，将其冷至45-50℃，于无菌操作台中平均倒于无菌平板中。
③LBS培养基（乳酸杆菌）：酵母浸粉5.0g、胰酪蛋白胨10.0g、磷酸二氢钾6.0g、硫酸亚铁0.034g、硫酸镁0.575 g、葡萄糖 20.0g、乙酸钠25.0g、柠檬酸铵2.0g、硫酸锰0.12g、琼脂15.0g配制好再吸取冰乙酸1.3 mL和吐温801mL，加热并搅拌使其溶解于1000 mL蒸馏水中，调pH值直至5.5±0.2，如若当日使用，不需要高压灭菌。若要次日使用，则需要经118℃高压灭菌处理15min（该培养基溶解后有少量沉淀）。
④BS培养基（双歧杆菌）：蛋白胨10.0g、肝浸粉5.0g、牛肉浸粉3.0g、酵母浸粉5.0g、胰酪蛋白胨8.0g、可溶性淀粉0.5g、氯化钠1.0g、磷酸氢二钾1.0g、磷酸二氢钾1.0g、葡萄糖10.0g、FeSO4.7H2O 0.01g、MnSO40.005g、L-半胱氨酸0.5g、琼脂 20.0g，调pH值至7.2±0.1吸取吐温801mL，使其加热溶解于蒸馏水(1000 mL)中，经高压灭菌116℃灭菌30min，而后将其冷却至50-55℃时，在无菌操作台中将配制好的BS培养基均匀倾入无菌平皿。
（2）蛋鸡肠道内容物的稀释
将结扎的肠管迅速置于无菌操作台上，取蛋鸡盲肠中紧贴着肠壁的内容物，准确称量约1.0g，向盛有9mL灭菌生理盐水的无菌试管中加入，制成10-1样本稀释液。用微型漩涡混合仪反复振荡数次，吸取1mL 10-1样本稀释液于盛有9mL灭菌生理盐水的试管中进行10-2稀释，依次类推，至10-7。
（3）试验菌的滴种与培养
乳酸杆菌的培养：选择3个合适的稀释度10-3、10-4、10-5，每一稀释度用微型移液器取1mL分别接种于预先配制好的用来培养乳酸杆菌的LBS培养基上，每个稀释度做3个重复，用事先灭好菌的L型接种棒将稀释液在培养基上推匀，置于厌氧罐中放在37 ℃人工气候箱中厌氧培养48h。双歧杆菌的培养：选择3个合适的稀释度10-4、10-5、10-6，每一稀释度用微型移液器取1mL分别接种于预先配制好的用来培养双歧杆菌的BS培养基上，每个稀释度做3个重复，用事先灭好菌的L型接种棒将稀释液在培养基上推匀，置于厌氧罐中放在37℃人工气候箱中厌氧培养48h。大肠杆菌的培养：选择3个合适的稀释度10-3、10-4、10-5，每一稀释度用微型移液器取1mL分别接种于预先配制好的用来培养大肠杆菌的麦康凯培养基上，每个稀释度做 3个重复，用事先灭好菌的L型接种棒将稀释液在培养基上推匀，置于人工气候箱中36±1℃有氧培养18-24 h；沙门氏菌的培养：选择3个合适的稀释度10-4、10-5、10-6，每一稀释度用微型移液器取1 mL分别接种于预先配制好的用来培养沙门氏菌的SS琼脂培养基上，每个稀释度做3个重复，用事先灭好菌的L型接种棒将稀释液在培养基上推匀，置于人工气候箱中36±1℃需氧培养18-24 h。
（4）菌落计数
从经过培养后的平皿中选择出适宜的浓度梯度然后根据菌落可数性的原则对4种微生物来进行其平板菌落计数然后求取平均值。每克肠道内容物中所含的细菌数，以log10/g盲肠内容物表示，计算公式如下：每克盲肠内容物中的菌落数=log10（每次稀释取样毫升数×稀释倍数×菌落数）/（样品克数×接种用样品毫升数）
3.2.2 肠道消化酶的测定与方法
样品前处理：将完全解冻后的各肠段食糜，按照重量体积比1:9(组织：样本匀浆介质)在食糜中加入样本匀浆介质，在冰浴条件下，充分匀浆，所得的悬浮液2500r/min，离心8-10 min，上清即为10%的匀浆，待用（上清液-20℃以下冷冻保存，15天内有效）。用每克物质中所含的活性单位表示酶活。
（1）蛋鸡肠道淀粉酶活性的测定
原理：淀粉酶能水解淀粉生成麦芽糖、葡萄糖和糊精，底物浓度是已知的，当底物淀粉过量的情况下，加入碘液与未水解的淀粉结合可以生成蓝色复合物，根据蓝色，计算出AMS的活力。
测定方法：采用淀粉酶测定试剂盒（南京建成生物技术有限公司），将0.1mL待测样品提取液加入到放有0.5mL底物缓冲液（用前37℃预温5分钟）的测定管中，充分混匀，空白管中只加底物缓冲液0.5mL，37 ℃恒温水浴，反应7.5min，之后加入碘应用液（其配制为将碘储备液与蒸馏水进行1:9稀释，现用现配并且4℃避光保存）于测定管、空白管各0.5mL，向测定管中加3.0mL蒸馏水，向空白管中加入3.1mL蒸馏水。充分混合均匀，用蒸馏水调零，1cm光径，660nm波长，测各管吸光度（不同样本需要做预实验在批量测试前，用来确定其最佳的取样浓度，将测定OD空白OD控制在0.05-0.15之间）。
（2）蛋鸡肠道胰蛋白酶活性的测定
原理：底物精氨酸乙酯的酯链能被胰蛋白酶催化水解，在253 nm波长处，其吸光度值有所升高，进而酶的活力可以根据吸光度的变化而计算出来。
测定方法：采用胰蛋白酶试剂盒测定（南京建成生物技术有限公司）。向空白管和测定管中加入1.5mL胰蛋白酶底物应用液（临用前将1瓶稀释液加入1瓶粉剂中，充分溶解后，待用，底物应用液必须现用现配，2-8℃条件下24小时内有效）37℃预温5 min，向空白管中加入样本匀浆介质0.015 mL，向测定管中加入0.015 mL样本。反应温度为37 ℃，反应
20 min，用0.5 cm光径的比色皿（石英），蒸馏水253 nm调零。
（3）蛋鸡肠道脂肪酶活性的测定
原理：用水和甘油三酯制成的乳胶。乳胶中的胶束对入射光具有吸收和散射的现象，从而使得乳胶具有乳浊性状。在脂肪酶的作用下胶束中的甘油三酯发生水解，从而使得散射光或浊度有所减低，根据减低的速率可以判定脂肪酶的活力。
测定方法：采用脂肪酶测定试剂盒测定（南京建成生物技术有限公司），将分光光度计于420nm处，1cm光径玻璃比色皿，用Tris缓冲液调零；将底物缓冲液37℃预温5min以上；往相应编号的试管中加入25μL20%的匀浆上清液，再加入试剂四25μL，吸取已预温好的底物缓冲液2mL冲入试管中，快速混匀，并计时；迅速倒入比色皿中，与420nm的分光光度计中进行比浊，30秒时读取吸光值A1；将上述比色液置入原试管中于37℃恒温水浴10min，再迅速倒入比色皿中，10分钟30秒时读取吸光度值
A2；求出2次吸光度差值。
3.2.3 蛋鸡肠道形态结构的测定方法与步骤
将上述取好的材料进行固定
↓
固定：用冰冷生理盐水将已经切好的组织清洗，然后立即放入10%福尔马林溶液固定，固定时间为12-24h。
↓
洗涤：残留于组织中的固定液不但会影响染色效果，而且有的还产生沉淀等影响观察，因此，经固定后的组织，除乙醇外，必须将残留于组织中的固定液冲洗干净，即组织块固定24h后，取出经流水冲洗24h。
↓
梯度酒精逐级脱水（70%酒精12h→80%酒精2h→90%酒精1h→95%酒精1h→100%酒精1h→100%酒精1h），脱水的时间依组织块的大小而定。
↓
透明：脱水后必须要经过二甲苯来过渡，因为二甲苯既能溶于石蜡又能溶于乙醇，乙醇与石蜡不相溶。当二甲苯全部占有组织时，光线透过使组织呈现不同的透明状态。此步骤为二甲苯和纯酒精等量混合液进行15min、二甲苯至透明（需换一次二甲苯），具体透明的时间依组织块的大小而定。
↓
透蜡：为了除去组织中的二甲苯，将透明好的组织放入石蜡和二甲苯的混合液中充分反应15min，在三级不同熔点的石蜡中进行，即经过54~56 ℃、56~58 ℃、58~60℃熔点的蜡在温箱中进行，浸蜡时间以组织块大小而定，使其石蜡能够完全渗入到组织内部便于之后的包埋工作。
↓
包埋：将透过蜡的组织以及融化的石蜡一起倒入蜡包埋盒，然后立即使其凝固成蜡块。
↓
切片：用旋转切片机连续切片10张，厚为7μm。
↓
贴片：用毛笔头沾取事先割好的蜡带，放在水面上展开。滴一滴粘片剂（用蛋白甘油1:1)于载坡片上，使其成均匀薄层，37~48℃烘3d以上，以待染色。
↓
脱蜡复水：石蜡切片经二甲苯常规脱蜡，采用不同浓度酒精逐级复水与脱水。
↓
用Ehrlich苏木精溶液染色约5~10min。
↓
用蒸馏水洗去多余染料约15min。（防止切片脱落，冲洗水流不能过大，直到颜色变蓝为止）
↓
将切片放入0.5%盐酸酒精溶液分色(5~10 s)，使切片颜色变红较浅即可。
↓
以镜检为准，用自来水蓝化15 min
↓
经蒸馏水洗后，梯度酒精（70%乙醇→80%乙醇→85%乙醇）脱水(各3~5 min)。
↓
0.5%伊红酒精液染30s~1 min
↓
依次入95%酒精和无水酒精脱水(各1~3 min)，吸水纸吸干多余的乙醇。
↓
再经二甲苯：无水酒精(1:l)，二甲苯透明
↓
中性树胶封片
↓
观察与测量切片制作完成后→在显微镜（40×）用数码相机拍照→在光学显微镜低倍镜下观察和比较各段肠黏膜形态结构的变化情况→并测量绒毛高度、隐窝深度、肠壁厚度。绒毛高度：游离于肠腔内的部分，绒毛顶端至绒毛基部。隐窝深度：两跟绒毛之间的基部开口处与肠腺底部之间的距离。每张切片选取3个最深隐窝深度、最长肠绒毛长度。肠绒毛即固有层和上皮突出于肠腔
内部形成的位于肠粘膜表面的细小突起。
3.2.4 数据处理
采用SPSS 17.0软件统计处理数据，方差分析使用One-WayANOVA法，差异显著后进行Duncan氏多重比较，显著性判断标准以P＜0.05为差异显著，P＜0.01为差异极显著，结果采用平均值±标准误差来表示。
3.3 结果
3.3.1 净力安对蛋鸡肠道微生物菌群的调节
由表3-1可以看出，适宜添加量的净力安对蛋鸡盲肠各种微生物有显著影响。
3.3.2净力安对乳酸杆菌的影响
图3-2净力安对乳酸菌的影响
由表3-1可知，试验组的乳酸杆菌数均高于空白对照和抗生素对照组。与空白对照Ⅳ组相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的乳酸杆菌数分别升高5.42%（P＜0.01）、16.42%（P＜0.01）、12.97%（P＜0.01）。与抗生素对照组Ⅴ相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的乳酸杆菌数分别升高3.55%（P＜0.05）、14.35%（P＜0.01）、10.97%（P＜0.01）。而试验组中，以试验Ⅱ组的乳酸菌数最高。
3.3.3净力安对双歧杆菌的影响
图3-3净力安对双歧杆菌的影响
与空白对照Ⅳ组相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的双歧杆菌数分别升高4.13%（P＜0.01）、10.47%（P＜0.01）、5.65%（P＜0.01）。与抗生素对照组Ⅴ相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的双歧杆菌数分别升高0.40%（P＞0.05）、6.51%（P＜0.01）、1.86%（P＞0.05）。而试验组中，以试验Ⅱ组的双歧杆菌数最高。
3.3.4净力安对大肠杆菌的影响
图3-4净力安对大肠杆菌的影响
与空白对照Ⅳ组相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的大肠杆菌数分别降低8.83%（P＜0.01）、11.54%（P＜0.01）、10.97%（P＜0.01）。与抗生素对照组Ⅴ相比，试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的大肠杆菌数分别降低2.81%（P＜0.01）、2.19%（P＜0.05）。而试验组中，以试验Ⅱ组的大肠菌数最低。
3.3.5净力安对沙门氏菌的影响
图3-5净力安对沙门氏菌的影响
与空白对照Ⅳ组相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的沙门氏菌数分别降低13.10%（P＜0.01）、17.24%（P＜0.01）、15.52%（P＜0.01）。与抗生素对照组Ⅴ相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的沙门氏菌数分别降低4.90%（P＜0.01）、9.43%（P＜0.01）、7.55%（P＜0.01）。而试验组中，以试验Ⅱ组的沙门氏菌数最低。
3.3.6 净力安对蛋鸡空肠肠道消化酶活性的影响
表3-2净力安对蛋鸡肠道消化酶活性的调节
3.3.7 净力安对蛋鸡肠道胰蛋白酶活性的影响
图3-6净力安对胰蛋白酶活性的影响
与空白对照Ⅳ组相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的胰蛋白酶活性分别升高0.16%（P＞0.05）、9.97%（P＜0.01）、3.7%（P＞0.05）。与抗生素对照组Ⅴ相比，试验Ⅱ组的胰蛋白酶活性升高4.11%（P＞0.05）。而试验组中，以试验Ⅱ组的胰蛋白酶活性最高。
3.3.8 净力安对蛋鸡肠道淀粉酶活性的影响
图3-7净力安对淀粉酶活性的影响
与空白对照Ⅳ组相比，试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的淀粉酶活性分别升高7.31%（P＜0.01）、2.37%（P＞0.05）。与抗生素对照组Ⅴ相比，试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的淀粉酶活性分别升高5.50%（P＜0.05）、0.63%（P＞0.05）。而试验组中，以试验Ⅱ组的淀粉酶活性最高。
3.3.9净力安对蛋鸡肠道脂肪酶活性的影响
图3-8净力安对蛋鸡脂肪酶活性的影响
试验组的脂肪酶活性均比空对照组Ⅳ和抗生素对照组Ⅴ的高，但差异不显著。
3.3.10 净力安对蛋鸡肠道形态结构的影响表
3-3日粮不同净力安添加水平对蛋鸡肠道形态学的影响单位μm
图3-9净力安对蛋鸡十二指肠绒毛高度的影响
与空白对照Ⅳ组相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的十二指肠绒毛高度分别升高0.25%（P＞0.05）、2.10%（P＞0.05）、1.89%（P＞0.05）。与抗生素对照组Ⅴ相比，试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的十二指肠绒毛高度分别升高1.07%（P＞0.05）、0.87%（P＞0.05）。而试验组中，以试验Ⅱ组的十二指肠绒毛高度最高。
3.3.11 净力安对蛋鸡十二指肠绒毛高度的影响
图3-10净力安对十二指肠隐窝深度的影响
与空白对照Ⅳ组相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的隐窝深度分别降低2.84%（P＞0.05）、3.77%（P＜0.05）、2.76%（P＞0.05）。与抗生素对照组Ⅴ相比，试验Ⅱ组的隐窝深度降低0.66%（P＞0.05）。试验组中，以试验Ⅱ组的隐窝深度最低。
图3-12净力安对空肠绒毛高度的影响
与空白对照Ⅳ组相比，试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的空肠绒毛高度分别升高3.74%（P＞0.05）、2.76%（P＞0.05）。与抗生素对照组Ⅴ相比，试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的空肠绒毛高度分别升高2.79%（P＞0.05）、1.56%（P＞0.05）。试验组中，以试验Ⅱ组的空肠绒毛高度最高。
图3-13净力安对蛋鸡空肠隐窝深度的影响
与空白对照Ⅳ组相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的隐窝深度分别降低1.63%（P＞0.05）、4.23%（P＞0.05）、3.12%（P＞0.05）。与抗生素对照组Ⅴ相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的隐窝深度分别降低0.82%（P＞0.05）、3.45%（P＞0.05）、2.32%（P＞0.05）。试验组中，以试验Ⅱ组的隐窝深度最低。
图3-14净力安对蛋鸡绒毛高度/隐窝深度的比值的影响
与空白对照Ⅳ组相比，试验Ⅰ组、试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的绒毛高度/隐窝深度的比值分别升高1.11%（P＞0.05）、8.51%（P＞0.05）、6.11%（P＞0.05）。与抗生素对照组Ⅴ相比，试验Ⅱ组、试验Ⅲ组的绒毛高度/隐窝深度的比值分别升高6.63%（P＞0.05）、4.27%（P＞0.05）。试验组中，以试验Ⅱ组的绒毛高度/隐窝深度的比值最高。
3.4 讨论
3.4.1 净力安对蛋鸡肠道微生物菌群的调节
在影响动物消化吸收方面，肠道微生态的平衡和微生物区系的稳定起着重要的作用。而近年来微生物平衡主要通过益生素、抗生素、合生元、益生元、发酵液态饲料、酸化剂、日粮组成、中草药添加剂、高铜和氧化锌等的调控技术来进行调控。在促进肠道有益菌生长，维持肠道菌群平衡、促进消化吸收，提高生产性能的同时，一些控制技术相应的存在一些弊端，抗生素药物残留、抗药等问题严重，益生素存在菌种组成不确定性和在肠道内环境与外环境的条件下不稳定性的缺点，使其的应用受到很大的限制。而益生元、中草药、植物油等绿色饲料添加剂成为一种趋势。肠道菌群一般分为有益菌（共生菌）、中间菌、有害菌三类。其中，有益菌一般包括乳酸杆菌、双歧杆菌等，具有合成维生素、蛋白质和酶类，消化碳水化合物、助吸收，刺激免疫等功能。中间菌包括肠球菌、肠杆菌、类杆菌等，这些细菌对机体有益亦有害。有害菌包括伤寒沙门氏菌、葡萄球菌、肠道病原大肠杆菌等，这些细菌对机体主要是有害的作用，它们可产生致癌物质、使宿主发生肠炎、导致肠道腐败等影响，特别当肠道菌群失调时，其有害或致病作用表现得更加明显[44]。何邵阳报道，当犊牛发生腹泻时，双歧杆菌和
乳酸杆菌的数量明显减少，而大肠杆菌的数量则明显增加[45]。陈会良等[46]人在肉鸡日粮中的添加牛至油，结果表明试验组与对照组比较，盲肠中双歧杆菌和乳酸杆菌的数量显著增加，而大肠杆菌的数量显著下降。本实验中，添加净力安之后，与对照组相比试验组的大肠杆菌及沙门氏菌等有害菌的数量有所降低，而双歧杆菌和乳酸杆菌等有益菌的数量有所增加。且不同添加剂量中以试验Ⅱ组的添加量产生的效果最佳。这与本实验中净力安对蛋鸡生产性能影响的结果相一致。马书宇等人研究表明畜禽机体内物质的代谢与吸收、营养的转化和合成等重要代谢途径均需要消化道内的各种微生物参与。说
明蛋鸡的生产性能可以通过净力安调节肠道微生物群落平衡，促进蛋鸡消化吸收来改善。
3.4.2 净力安对蛋鸡肠道消化酶活性的影响
一般来说，营养物质的消化一般分为化学消化、物理消化和微生物发酵等。而畜禽所摄入的营养物质都是需要靠酶来消化分解的。因此消化酶活性的高低是评价畜禽消化功能的重要指标之一[48]。鸡肠道中大部分淀粉酶、脂肪酶和胰蛋白酶是鸡重要的消化酶，主要分布在十二指肠或空肠。Shires等研究证明，空肠内食糜的停留时间要长于十二指肠，因此若要研究鸡消化道酶活发育情况用空肠中消化酶活水平来评价更为合理。而有研究表明，肠道酶的变化更好地说明消化过程的发展，原因是胰腺分泌的酶，只有进入肠道才具有活性从而发挥作用。高立松[49]等人研究表明微生物群系中有害菌可损害肠粘膜上的绒毛，减少消化酶的分泌，而有益菌及其代谢产物可以促进动物消化酶更好的分泌。
周怀军等人研究认为，鸡的生长速度与淀粉酶的活性呈正相关。说明：限制肉仔鸡生长的主要酶活性因素可能是淀粉酶。畜禽中蛋白质水解过程中其主要作用的是胰蛋白酶。本试验结果表明，在蛋鸡饲料中添加适量的净力安能增加肠道胰蛋白酶、淀粉酶和脂肪酶的活性，消化酶活性提高可能的原因：1、“净力安”具有独特的香味，鸡闻到后可刺激下丘脑摄食中枢，激发畜禽消化道黏膜上的感受器，通过神经内分泌网络调节了胰腺某些激素和消化酶的分泌，从而促进营养物质的消化和吸收，提高增重和饲料利用率；2、可能通过抑制肠道有害微生物的滋生，减少了细菌脂多糖等毒素对胰腺功能的损害从而提高了消化酶的分泌及活性；3、益生菌的增多创造了一个良好的肠道内环境，肠液pH值等理化条件适宜消化酶活性的发挥。
3.4.3 净力安对蛋鸡肠道形态结构的影响
家禽良好的小肠黏膜结构是动物生长和养分消化吸收的生理基础。肠腔内许多皱褶和肠绒毛是小肠固有膜与小肠黏膜上层向着肠腔内突出而形成的，其大大增加了肠管吸收的表面积。小肠绒毛是营养物质吸收的主要组织，其长度反映着肠内膜的消化吸收能力。陈从亮（2008）等研究指出，小肠绒毛高度的提高，有利于改善小肠对营养物质的吸收能力[50]。K Yamauchi (2006)报道指出肠绒毛的形态结构与畜禽机体的生长发育有一定的关系，其可能是由于随着绒毛高度的增加，小肠营养物质的接触面积会增大，近而增强小肠的吸收功能[51]。本试验中，添加适量净力安的试验组中的肠道绒毛高度相对于对照组差异不显著，但却有升高的趋势。说明，净力安能够增加绒毛高度，扩大吸收面积，促进吸收。
隐窝细胞逐渐分化，自底部向绒毛上部迁移，补充绒毛上皮正常脱落的细胞。若隐窝变浅，则表明细胞的成熟率上升，即隐窝深度一定程度上反映细胞生成率，若变浅则分泌功能增强。本试验组与对照组相比隐窝有变浅趋势，说明净力安可以使细胞的成熟率上升，隐窝变浅，提高其分泌能力。V/C值反应小肠上皮细胞更新代谢的程度，黏膜功能是否改善取决于V/C的比值。若比值下降，黏膜受损，消化吸收功能下降；比值上升，生长发育加快。杨全明等人报道V/C的比值综合反映小肠功能状态。比值上升，则黏膜改善，吸收功能增强，生长加快，反之，吸收功能减弱。本试验结果表明，各试验组相对于对照组的V/C值有所提高，说明净力安利于促进肠道上皮细胞生长，细胞更新速度快，可能是与减少病原菌对肠道结构及功能损失有关，肠道内细胞某些生长因子受体、营养素受体的激活促进了肠上皮细胞内MAPK和mTOR等促细胞增殖和生长信号的激活，促进细胞更新，而异常的肠道形态结构影响了生长因子受体、营养素受体的含量和活性的发挥，抑制了细胞生长。
3.5 小结
良好的吸收功能体现在鸡小肠的形态结构发育情况（肠绒毛高度和隐窝深度等）。而消化道的环境状况（鸡肠道微生物区系的平衡以及蛋白酶、淀粉酶、脂肪酶等消化酶的活性）则影响鸡只的消化功能。本试验在蛋鸡日粮中添加适量净力安能够提高肠道中的酶活性，有效降低有害菌的数量，提高有益菌的数量，改善肠道微生态区系的平衡，使畜禽的消化能力有所提高。提高绒毛高度，降低隐窝深度，改善肠道结构，提高畜禽机体的吸收功能。
